Поиск анализа

№AN330БТК, Коронавирусная инфекция кошек (FCoV)

Срок исполнения

2 дня (плюс 1-2 дня для регионов)

*указанный срок не включает день взятия биоматериала

Исследуемый материал

биоптат ткани (почка, лимофузел)

Метод определения

ПЦР- Real-time

            
  1. Подготовка пациента
  2. Показания к лечению
  3. Методы отбора биоматериала

Возбудителем энтерита (Feline coronavirus enteritis) и инфекционного перитонита (Feline Infectious Peritonitis, FIP) кошек служит одноцепочечный РНК-вирус семейства Coronaviridae (FCoV). На основании серологических и геномных отличий различают два типа: тип I FCoV- наиболее распространен, тип II FCoV встречается реже и представляет собой рекомбинантную форму между типом I FCoV и коронавирусом собак.

Коронавирус поражает домашних кошек, серопозитивными могут быть и другие виды представителей семейства кошачьих, обитающих в природе. Заболевание встречается повсеместно. Основной источник вируса фекалии зараженных животных, где патоген появляется через неделю с момента заражения. Вирус выделяется из зараженного организма кошки во внешнюю среду в течение нескольких недель, месяцев, отмечено пожизненное носительство, во время которого отмечают повышенную концентрацию патогена в кале. Вирус способен сохраняться во внешней среде один-два дня, иногда до 7 недель и передается через загрязненные лотки, обувь, одежду, руки.

Важно понимать, что у одной из девяти зараженных коронавирусом кошек может развиться FIP. К факторам, провоцирующим развитие этого прогрессирующего и, как правило, неизлечимого заболевания, относят породную принадлежность (абиссинские, австралийские дымчатые, бенгальские, бирманские, бурманские, британские короткошерстные, гималайские, рэгдол, рексы и скотиш-фолды), возраст животного до года и более 10 лет, стрессовые ситуации.

Большинство кошек, инфицированных FCoV, либо остаются здоровыми, либо заболевание проявляются в виде энтерита, протекающего в легкой форме. Первичная инфекция длится в течение 7-18 месяцев и может приводить к a) выздоровлению, b) персистентному выделению FCoV; c) рекуррентному выделению FCoV. Реинфицирование довольно часто наблюдается при совместном содержании кошек.

У котят после первичного или вторичного инфицирования достоверно чаще развиваются клинические признаки FIP, а интенсивность выделения вируса существенно выше в сравнении с взрослыми животными. Обусловленная вирусом и другими факторами иммуносупрессия способствует репликации и интенсивному выделению FECV.

Инфицирование FECV отмечают после нивелирования материнских антител у котят на 4-8 неделе жизни. Заболевание может развиться через несколько недель после инфицирования, но чаще через 6-18 месяцев. Системный воспалительный пиогранулематоз, как правило, развивается через 6-18 месяцев с момента заражения. Клинические симптомы FIP часто меняются с течением времени и зависят от поражения тех или иных органов, преобладания воспалительных либо экссудативных процессов. Характерны летаргия, отсутствие аппетита, периодическая лихорадка, не поддающаяся антибиотикотерапии, отмечают повышенную жажду и полиурию. Возможно образование плевральных или абдоминальных выпотов. На долю FIP приходится около 10% случаев перикардиального выпота у кошек, данная инфекция является третьей наиболее распространенной причиной этой патологии после кардиомиопатии и неоплазии. В некоторых случаях перикардиальный выпот может вызывать тампонаду сердца. Пиогранулематозные или гранулематозные воспалительные процессы вызывают брыжеечную лимфаденопатию, реномегалию, развитие новообразований кишечника, гепатомегалию, желтуху, пневмонию, увеит, хориоренит. У 10% кошек при FIP наблюдаются неврологические симптомы, такие как локальные и генерализованные судороги, которые вызываются преимущественно менингоэнцефалитом, менингомиелитом, эпендимитом и обструктивной гидроцефалией. В некоторых случаях отмечается выраженная анемия, вызванная иммунообусловленным гемолизом или микроангиопатией.

Окончательный диагноз при FIP ставится только на основании результата иммуногистохимического окрашивания антигена коронавируса при наличии пиогранулематозного или гранулематозного васкулита. Ввиду сложности получения биоптатов у кошек при FIP, прижизненная диагностика инфекции часто основана на данных анамнеза, результатах клинического осмотра и лабораторных исследований, а также на исключении других возможных причин болезни. Вследствие того, что образование выпотов является характерной особенностью болезни, необходимо получение соответствующих образцов и их исследование. Результаты исследования выпота могут быть более информативными, чем результаты исследования крови.

Для обнаружения FCoV были разработаны тест-системы ПЦР с обратной транскрипцией, однако они не позволяют дифференцировать вирулентные и авирулентные штаммы вируса. Поскольку авирулентные штаммы могут обнаруживаться в крови и других тканях кошек, у которых отсутствует FIP, диагностическое значение имеет обнаружение вируса лишь в желудочно-кишечном тракте. Возможно получение ложноотрицательных результатов исследования методом ПЦР при низкой концентрации вируса в исследуемом образце либо в результате разрушения вирусной РНК при длительном хранении. Для диагностики FIP клинически значимым будет являться обнаружение РНК вируса в выпотной жидкости при экссудативной форме инфекции.

Подготовка пациента

  • перед проведением процедуры животное должно быть выдержано на 10-12 часовой диете;
  • перед проведением вмешательства необходимо выбрить шерсть и обработать кожу соответствующей области раствором антисептика.

Показания к лечению

  • сонливость;
  • анорексия;
  • потеря веса или отсутствие привеса у молодняка;
  • повышение температуры;
  • желтуха;
  • асцит и/или плевральный выпот;
  • неврологические симптомы;
  • поражение органов зрения.

Противопоказания:

  • риск кровотечений при биопсии образований с полостью;
  • риск значительных кровотечений возрастает при наличии у животного выраженной тромбоцитопении или других коагулопатий;
  • противопоказания перед проведением общей анестезии, согласно степени оценки группы риска животного.

Хотя риски данной процедуры являются минимальными, следует информировать владельца о том, что биопсия ткани сопряжена с возможностью кровотечений или других осложнений в зависимости от области и природы забираемой ткани.

Методы отбора биоматериала

  • перед биопсией поверхностных лимфоузлов показана местная анестезия (например, лидокаином), возможно, в комбинации с седацией;
  • интенсивная седация или легкий наркоз показаны при выполнении игольной биопсии лимфоузлов в брюшной полости под контролем ультразвукового исследования.

Для выполнения биопсиси обычно требуется участие двух специалистов: один удерживает животное, обеспечивает мониторинг седации или анестезии , и предоставляет помощь в обработке образца, другой-получение последнего.

  • Забор биоматериала интраоперационно.

Преаналитика: Важно! Размер ткани, помещенной в микропробирку с транспортной средой, не должен превышать размеры: 0,5х0,5х0,5 см.

Порядок действий:

  • провести операционную/аутопсийную вырезку фрагмента ткани.
  • Поместить биоптат в микропробирку с транспортной средой и плотно закрыть ее крышкой до щелчка.
  • Заморозить микропробирку в вертикальном положении при -17°С…-23°С.
  • Заполнить все графы направительного бланка.
  • Сохранность образца 1 месяц при -17°С…-23°С.
  • Температурный режим транспортировки в лабораторию -17°С...-23°С (красный пакет).

Интерпретация результата: результаты исследования содержат информацию исключительно для врачей. Диагноз ставится на основании комплексной оценки различных показателей, дополнительных сведений и зависит от методов диагностики.

Формат выдачи результата: качественный метод. Обнаружение или не обнаружение в исследуемой пробе РНК FCoV.

Использованная литература:

  1. de Vries AAF, Horzinek MC, Rottier PJM, de Groot RJ. The genome organization of the nidovirales: similarities and differences between arteri-, toro-, and coronaviruses. Semin Virol 1997; 8: 33–47.
  2. Addie DD, Schaap IA, Nicolson L, Jarrett O. Persistence and trans-mission of natural type I feline coronavirus infection. J Gen Virol 2003; 84: 2735–44.
  3. Hartmann K, Binder C, Hirschberger J, et al. Comparison of differ-ent tests to diagnose feline infectious peritonitis. J Vet Intern Med 2003; 17: 781–90.
  4. Kass PH, Dent TH. The epidemiology of feline infectious peritonitis. Feline Pract 1995; 23: 27–32.
  5. Cave TA, Thompson H, Reid SWJ, Hodgson DR, Addie DD. Kitten mortality in the United Kingdom: a retrospective analysis of 274 histopathological examinations (1986–2000). Vet Rec 2002; 151: 497–501.